L'utilisation généralisée de pesticides de synthèse a engendré de nombreux problèmes, notamment l'émergence d'organismes résistants, la dégradation de l'environnement et des atteintes à la santé humaine. Par conséquent, de nouvelles méthodes de lutte antimicrobienne sont nécessaires.pesticidesDes biosurfactants sûrs pour la santé humaine et l'environnement sont nécessaires de toute urgence. Dans cette étude, un biosurfactant rhamnolipidique produit par Enterobacter cloacae SJ2 a été utilisé pour évaluer sa toxicité sur les larves de moustique (Culex quinquefasciatus) et de termite (Odontotermes obesus). Les résultats ont montré un taux de mortalité dose-dépendant. La CL50 (concentration létale à 50 %) à 48 heures pour les biosurfactants larvaires de termites et de moustiques a été déterminée par une méthode d'ajustement de courbe de régression non linéaire. Les résultats ont montré que les valeurs de CL50 à 48 heures (intervalle de confiance à 95 %) de l'activité larvicide et antitermite du biosurfactant étaient respectivement de 26,49 mg/L (intervalle : 25,40 à 27,57) et de 33,43 mg/L (intervalle : 31,09 à 35,68). L’examen histopathologique a révélé que le traitement par biosurfactants a provoqué de graves lésions des tissus organellaires des larves et des termites. Les résultats de cette étude indiquent que le biosurfactant microbien produit par Enterobacter cloacae SJ2 constitue un outil excellent et potentiellement efficace pour lutter contre Cx quinquefasciatus et O. obesus.
Les pays tropicaux sont fortement touchés par les maladies transmises par les moustiques¹. L’importance de ces maladies est considérable. Plus de 400 000 personnes meurent du paludisme chaque année, et certaines grandes villes connaissent des épidémies de maladies graves telles que la dengue, la fièvre jaune, le chikungunya et le Zika². Les maladies vectorielles sont responsables d’une infection sur six dans le monde, les moustiques étant à l’origine de la majorité des cas³,⁴. Les genres Culex, Anopheles et Aedes sont les trois genres de moustiques les plus fréquemment associés à la transmission de ces maladies⁵. La prévalence de la dengue, une infection transmise par le moustique Aedes aegypti, a augmenté au cours de la dernière décennie et constitue une menace importante pour la santé publique⁴,⁷,⁸. Selon l’Organisation mondiale de la Santé (OMS), plus de 40 % de la population mondiale est exposée au risque de contracter la dengue, avec 50 à 100 millions de nouveaux cas chaque année dans plus de 100 pays⁹,¹⁰,¹¹. La dengue est devenue un problème majeur de santé publique, son incidence ayant augmenté dans le monde entier12,13,14. Anopheles gambiae, communément appelé moustique anophèle africain, est le principal vecteur du paludisme humain dans les régions tropicales et subtropicales15. Le virus du Nil occidental, l'encéphalite de Saint-Louis, l'encéphalite japonaise et les infections virales des chevaux et des oiseaux sont transmis par les moustiques du genre Culex, souvent appelés moustiques domestiques. Ces derniers sont également vecteurs de maladies bactériennes et parasitaires16. On compte plus de 3 000 espèces de termites dans le monde, et leur présence remonte à plus de 150 millions d'années17. La plupart de ces insectes vivent dans le sol et se nourrissent de bois et de produits dérivés contenant de la cellulose. Le termite indien Odontotermes obesus est un ravageur important qui cause de graves dommages aux cultures et aux arbres de plantation18. Dans les zones agricoles, les infestations de termites à différents stades peuvent engendrer d'énormes pertes économiques pour diverses cultures, essences d'arbres et matériaux de construction. Les termites peuvent également être à l'origine de problèmes de santé chez l'homme19.
La question de la résistance des micro-organismes et des ravageurs aux produits pharmaceutiques et agricoles est complexe20,21. Par conséquent, les entreprises pharmaceutiques et agricoles doivent rechercher de nouveaux antimicrobiens économiques et des biopesticides sûrs. Les pesticides de synthèse, désormais disponibles, se sont révélés infectieux et répulsifs envers les insectes bénéfiques non ciblés22. Ces dernières années, la recherche sur les biosurfactants s'est intensifiée en raison de leurs applications dans divers secteurs. Les biosurfactants sont essentiels en agriculture, pour la dépollution des sols, l'extraction pétrolière, l'élimination des bactéries et des insectes, ainsi que dans l'industrie agroalimentaire23,24. Les biosurfactants, ou tensioactifs microbiens, sont des composés chimiques produits par des micro-organismes tels que les bactéries, les levures et les champignons dans les milieux côtiers et les zones contaminées par les hydrocarbures25,26. Les tensioactifs de synthèse et les biosurfactants sont deux types de composés obtenus directement à partir de l'environnement naturel27. Divers biosurfactants proviennent des milieux marins28,29. C'est pourquoi les scientifiques recherchent de nouvelles technologies pour la production de biosurfactants à partir de bactéries naturelles30,31. Les progrès réalisés dans ce domaine de la recherche démontrent l'importance de ces composés biologiques pour la protection de l'environnement32. Bacillus, Pseudomonas, Rhodococcus, Alcaligenes, Corynebacterium et ces genres bactériens sont des représentants bien étudiés23,33.
Il existe de nombreux types de biosurfactants aux applications variées34. Un avantage significatif de ces composés réside dans leurs propriétés antibactériennes, larvicides et insecticides. Ils peuvent ainsi être utilisés dans les industries agricole, chimique, pharmaceutique et cosmétique35,36,37,38. Généralement biodégradables et bénéfiques pour l'environnement, les biosurfactants sont employés dans les programmes de lutte intégrée contre les ravageurs pour protéger les cultures39. Des connaissances fondamentales ont ainsi été acquises sur l'activité larvicide et antitermite des biosurfactants microbiens produits par Enterobacter cloacae SJ2. Nous avons examiné la mortalité et les modifications histologiques induites par différentes concentrations de biosurfactants rhamnolipidiques. De plus, nous avons évalué le programme informatique QSAR (Quantitative Structure-Activity), largement utilisé, pour déterminer la toxicité aiguë sur les microalgues, les daphnies et les poissons.
Dans cette étude, l'activité antitermite (toxicité) de biosurfactants purifiés à différentes concentrations (de 30 à 50 mg/ml, par intervalles de 5 mg/ml) a été testée sur les termites indiens (O. obesus) et les larves de quatrième stade de Cx. Des larves de moustiques (C. quinquefasciatus) ont également été testées. Les concentrations létales 50 (CL50) des biosurfactants ont été déterminées sur 48 heures contre O. obesus et Cx. Les larves de moustiques ont été identifiées par une méthode d'ajustement de courbe de régression non linéaire. Les résultats ont montré que la mortalité des termites augmentait avec la concentration de biosurfactant. Les résultats ont montré que le biosurfactant possédait une activité larvicide (figure 1) et une activité anti-termites (figure 2), avec des valeurs de CL50 à 48 heures (IC à 95 %) de 26,49 mg/L (25,40 à 27,57) et de 33,43 mg/L (31,09 à 35,68), respectivement (tableau 1). En termes de toxicité aiguë (48 heures), le biosurfactant est classé comme « nocif » pour les organismes testés. Le biosurfactant produit dans cette étude a démontré une excellente activité larvicide, avec une mortalité de 100 % dans les 24 à 48 heures suivant l’exposition.
Calculer la valeur LC50 pour l'activité larvicide. Courbe de régression non linéaire (ligne continue) et intervalle de confiance à 95 % (zone ombrée) pour la mortalité relative (%).
Calculer la valeur LC50 pour l'activité anti-termites. Courbe de régression non linéaire (ligne continue) et intervalle de confiance à 95 % (zone ombrée) pour la mortalité relative (%).
À la fin de l'expérience, des modifications et anomalies morphologiques ont été observées au microscope. Ces modifications ont été observées dans les groupes témoins et traités à un grossissement de 40x. Comme le montre la figure 3, un retard de croissance est survenu chez la majorité des larves traitées avec des biosurfactants. La figure 3a montre une larve de Cx. quinquefasciatus normale, tandis que la figure 3b montre une larve de nématode Cx. quinquefasciatus présentant une anomalie.
Effet des doses sublétales (CL50) de biosurfactants sur le développement larvaire de Culex quinquefasciatus. Image en microscopie optique (a) d'un colliculus (Cx) normal à un grossissement de 40×. (b) Colliculus (Cx) anormal. Endommage cinq larves de nématodes.
Dans la présente étude, l'examen histologique des larves traitées (Fig. 4) et des termites (Fig. 5) a révélé plusieurs anomalies, notamment une réduction de la surface abdominale et des lésions des muscles, des couches épithéliales et de la peau de l'intestin moyen. L'histologie a permis d'élucider le mécanisme d'action inhibitrice du biosurfactant utilisé.
Histopathologie de larves de Cx au 4e stade larvaire, non traitées et présentant une prolifération cellulaire normale. Larves de Cx quinquefasciatus (témoin : (a, b)) et traitées avec un biosurfactant (traitement : (c, d)). Les flèches indiquent l’épithélium intestinal traité (epi), les noyaux (n) et les muscles (mu). Échelle : 50 µm.
Histopathologie d'O. obesus normal non traité (témoin : (a, b)) et traité par biosurfactant (traitement : (c, d)). Les flèches indiquent respectivement l'épithélium intestinal (epi) et le muscle (mu). Échelle : 50 µm.
Dans cette étude, le logiciel ECOSAR a été utilisé pour prédire la toxicité aiguë de biosurfactants rhamnolipidiques sur les producteurs primaires (algues vertes), les consommateurs primaires (daphnies) et les consommateurs secondaires (poissons). Ce programme utilise des modèles structure-activité (SAR) sophistiqués pour évaluer la toxicité en fonction de la structure moléculaire. Le modèle utilise un logiciel SAR pour calculer la toxicité aiguë et à long terme des substances sur les espèces aquatiques. Plus précisément, le tableau 2 résume les concentrations létales moyennes (CL50) et les concentrations efficaces moyennes (CE50) estimées pour plusieurs espèces. La toxicité suspectée a été classée en quatre niveaux selon le Système général harmonisé de classification et d'étiquetage des produits chimiques (tableau 3).
La lutte contre les maladies vectorielles, notamment les moustiques du genre Aedes, représente un défi de taille pour les Égyptiens40,41,42,43,44,45,46. Bien que certains pesticides chimiques, comme les pyréthroïdes et les organophosphorés, présentent des avantages, ils comportent des risques importants pour la santé humaine, tels que le diabète, les troubles de la reproduction, les troubles neurologiques, le cancer et les maladies respiratoires. De plus, ces insectes peuvent développer une résistance à ces produits13,43,48. Par conséquent, des mesures de lutte biologique efficaces et respectueuses de l'environnement deviendront une méthode de plus en plus populaire pour la gestion des moustiques49,50. Benelli51 a suggéré qu'une intervention précoce sur les moustiques vecteurs serait plus efficace en milieu urbain, mais a déconseillé l'utilisation de larvicides en milieu rural52. Tom et al.53 ont également suggéré que la lutte contre les moustiques à leurs stades larvaires serait une stratégie simple et sûre, car ils sont alors plus sensibles aux agents de lutte54.
La production de biosurfactants par une souche performante (Enterobacter cloacae SJ2) a démontré une efficacité constante et prometteuse. Notre étude précédente a montré qu'Enterobacter cloacae SJ2 optimise la production de biosurfactants grâce à des paramètres physico-chimiques26. Selon cette étude, les conditions optimales de production de biosurfactants par un isolat potentiel d'E. cloacae étaient les suivantes : incubation pendant 36 heures, agitation à 150 tr/min, pH 7,5, 37 °C, salinité de 1 ppt, 2 % de glucose comme source de carbone et 1 % de levure. L'extrait a été utilisé comme source d'azote pour obtenir 2,61 g/L de biosurfactant. De plus, les biosurfactants ont été caractérisés par CCM, FTIR et MALDI-TOF-MS. Ces analyses ont confirmé que le rhamnolipide est un biosurfactant. Les biosurfactants glycolipidiques constituent la classe de biosurfactants la plus étudiée55. Ils sont composés de glucides et de lipides, principalement des chaînes d'acides gras. Parmi les glycolipides, les principaux représentants sont les rhamnolipides et les sophorolipides56. Les rhamnolipides contiennent deux groupements rhamnose liés à l'acide mono- ou di-β-hydroxydécanoïque57. L'utilisation des rhamnolipides dans les industries médicale et pharmaceutique est bien établie58, en plus de leur utilisation plus récente comme pesticides59.
L'interaction du biosurfactant avec la région hydrophobe du siphon respiratoire permet à l'eau de traverser sa cavité stomatique, augmentant ainsi le contact des larves avec le milieu aquatique. La présence de biosurfactants affecte également la trachée, dont la longueur est proche de la surface, facilitant la remontée des larves vers la surface pour respirer. Il en résulte une diminution de la tension superficielle de l'eau. Incapables de se fixer à la surface, les larves tombent au fond du bassin, perturbant la pression hydrostatique et entraînant une dépense énergétique excessive et la mort par noyade38,60. Des résultats similaires ont été obtenus par Ghribi61, qui a constaté une activité larvicide d'un biosurfactant produit par Bacillus subtilis contre Ephestia kuehniella. De même, l'activité larvicide de Cx a été évaluée par Das et Mukherjee23, qui ont également étudié l'effet de lipopeptides cycliques sur les larves de Quinquefasciatus.
Les résultats de cette étude concernent l'activité larvicide des biosurfactants rhamnolipidiques contre Cx. quinquefasciatus. L'élimination de ces moustiques est conforme aux résultats publiés antérieurement. Par exemple, des biosurfactants à base de surfactine produits par diverses bactéries des genres Bacillus et Pseudomonas spp. sont utilisés. Certaines études préliminaires64,65,66 ont rapporté l'activité larvicide de biosurfactants lipopeptidiques issus de Bacillus subtilis23. Deepali et al.63 ont constaté qu'un biosurfactant rhamnolipidique isolé de Stenotropomonas maltophilia présentait une puissante activité larvicide à une concentration de 10 mg/L. Silva et al.67 ont rapporté l'activité larvicide d'un biosurfactant rhamnolipidique contre Ae à une concentration de 1 g/L. Kanakdande et al. L’étude 68 a montré que les biosurfactants lipopeptidiques produits par Bacillus subtilis entraînaient une mortalité globale chez les larves de Culex et les termites exposés à la fraction lipophile d’Eucalyptus. De même, Masendra et al. 69 ont rapporté une mortalité de 61,7 % chez les fourmis ouvrières (Cryptotermes cynocephalus Light.) exposées aux fractions lipophiles n-hexane et EtOAc de l’extrait brut d’Eucalyptus.
Parthipan et al. [70] ont rapporté l'utilisation insecticide de biosurfactants lipopeptidiques produits par Bacillus subtilis A1 et Pseudomonas stutzeri NA3 contre Anopheles stektensi, vecteur du parasite du paludisme Plasmodium. Ils ont observé que les larves et les pupes survivaient plus longtemps, avaient une période de ponte plus courte, étaient stériles et avaient une durée de vie plus courte lorsqu'elles étaient traitées avec différentes concentrations de biosurfactants. Les valeurs de CL50 observées pour le biosurfactant A1 de B. subtilis étaient respectivement de 3,58, 4,92, 5,37, 7,10 et 7,99 mg/L pour les différents stades larvaires (larves I, II, III, IV et pupes). En comparaison, les concentrations de biosurfactants pour les stades larvaires I à IV et les stades nymphaux de Pseudomonas stutzeri NA3 étaient respectivement de 2,61, 3,68, 4,48, 5,55 et 6,99 mg/L. Le retard phénologique des larves et des nymphes survivantes serait dû à d'importantes perturbations physiologiques et métaboliques induites par les traitements insecticides71.
La souche CCMA 0358 de Wickerhamomyces anomalus produit un biosurfactant présentant une activité larvicide de 100 % contre les moustiques Aedes aegypti. L'intervalle de 24 heures (38) était supérieur à celui rapporté par Silva et al. Un biosurfactant produit à partir de Pseudomonas aeruginosa, utilisant de l'huile de tournesol comme source de carbone, s'est avéré capable de tuer 100 % des larves en 48 heures (67). Abinaya et al. (72) et Pradhan et al. (73) ont également démontré les effets larvicides ou insecticides de surfactants produits par plusieurs isolats du genre Bacillus. Une étude antérieure de Senthil-Nathan et al. (74) a montré que 100 % des larves de moustiques exposées à des lagunes végétales étaient susceptibles de mourir.
L'évaluation des effets sublétaux des insecticides sur la biologie des insectes est cruciale pour les programmes de lutte intégrée contre les ravageurs, car les doses/concentrations sublétales ne tuent pas les insectes mais peuvent réduire leurs populations dans les générations futures en perturbant leurs caractéristiques biologiques10. Siqueira et al.75 ont observé une activité larvicide complète (100 % de mortalité) du biosurfactant rhamnolipidique (300 mg/ml) lors de tests à différentes concentrations allant de 50 à 300 mg/ml. Ils ont analysé les effets du temps jusqu'à la mort et des concentrations sublétales sur la survie et l'activité natatoire des larves d'Aedes aegypti. De plus, ils ont observé une diminution de la vitesse de nage après 24 à 48 heures d'exposition à des concentrations sublétales de biosurfactant (par exemple, 50 mg/ml et 100 mg/ml). Les poisons présentant un potentiel sublétal prometteur sont considérés comme plus efficaces pour induire des dommages multiples aux ravageurs exposés76.
Les observations histologiques de nos résultats indiquent que les biosurfactants produits par Enterobacter cloacae SJ2 altèrent significativement les tissus des larves de moustique (Cx. quinquefasciatus) et de termite (O. obesus). Des anomalies similaires, provoquées par des préparations d'huile de basilic chez An. gambiaes et An. arabica, ont été décrites par Ochola77. Kamaraj et al.78 ont également décrit les mêmes anomalies morphologiques chez les larves d'An. Stephanie exposées à des nanoparticules d'or. Vasantha-Srinivasan et al.79 ont également rapporté que l'huile essentielle de bourse-à-pasteur endommageait gravement la chambre et les couches épithéliales d'Aedes albopictus. Raghavendran et al. ont rapporté que des larves de moustique traitées avec 500 mg/ml d'extrait mycélien d'un champignon Penicillium local présentaient de graves lésions histologiques. Le taux de mortalité était de 80 %. Auparavant, Abinaya et al. avaient étudié les larves du quatrième stade d'Aedes aegypti. Stephensi et Ae. aegypti ont constaté de nombreuses modifications histologiques chez les moustiques traités avec des exopolysaccharides de B. licheniformis, notamment au niveau du caecum gastrique, une atrophie musculaire, ainsi que des lésions et une désorganisation des ganglions nerveux72. Selon Raghavendran et al., après traitement avec un extrait mycélien de P. daleae, les cellules de l'intestin moyen des moustiques testés (larves du quatrième stade) présentaient un gonflement de la lumière intestinale, une diminution du contenu intercellulaire et une dégénérescence nucléaire81. Les mêmes modifications histologiques ont été observées chez les larves de moustiques traitées avec un extrait de feuilles d'échinacée, ce qui indique le potentiel insecticide des composés testés50.
L’utilisation du logiciel ECOSAR a reçu une reconnaissance internationale82. Les recherches actuelles suggèrent que la toxicité aiguë des biosurfactants ECOSAR pour les microalgues (C. vulgaris), les poissons et les daphnies (D. magna) relève de la catégorie « toxicité » définie par les Nations Unies83. Le modèle d’écotoxicité ECOSAR utilise les modèles SAR et QSAR pour prédire la toxicité aiguë et à long terme des substances et est fréquemment employé pour prédire la toxicité des polluants organiques82,84.
Le paraformaldéhyde, le tampon phosphate de sodium (pH 7,4) et tous les autres produits chimiques utilisés dans cette étude ont été achetés auprès de HiMedia Laboratories, en Inde.
La production de biosurfactants a été réalisée dans des flacons Erlenmeyer de 500 mL contenant 200 mL de milieu Bushnell Haas stérile, supplémenté avec 1 % de pétrole brut comme unique source de carbone. Une préculture d'Enterobacter cloacae SJ2 (1,4 × 10⁴ UFC/mL) a été inoculée et cultivée sous agitation orbitale à 37 °C et 200 tr/min pendant 7 jours. Après incubation, le biosurfactant a été extrait par centrifugation du milieu de culture à 3 400 × g pendant 20 min à 4 °C. Le surnageant obtenu a été utilisé pour le criblage. Les procédures d'optimisation et de caractérisation des biosurfactants ont été adaptées de notre étude précédente²⁶.
Les larves de Culex quinquefasciatus provenaient du Centre d'études avancées en biologie marine (CAS) de Palanchipetai, Tamil Nadu (Inde). Elles ont été élevées dans des récipients en plastique remplis d'eau déminéralisée à 27 ± 2 °C, sous une photopériode de 12 h de lumière et 12 h d'obscurité. Les larves de moustiques étaient nourries avec une solution de glucose à 10 %.
Des larves de Culex quinquefasciatus ont été trouvées dans des fosses septiques ouvertes et non protégées. Utiliser les directives de classification standard pour identifier et cultiver les larves en laboratoire85. Des essais larvicides ont été réalisés conformément aux recommandations de l'Organisation mondiale de la santé86. Des larves de quatrième stade de Culex quinquefasciatus ont été recueillies dans des tubes fermés, par groupes de 25 ml et 50 ml, avec un espace d'air correspondant aux deux tiers de leur capacité. Un biosurfactant (0–50 mg/ml) a été ajouté individuellement à chaque tube, puis les tubes ont été conservés à 25 °C. Le tube témoin contenait uniquement de l'eau distillée (50 ml). Les larves mortes étaient celles qui ne présentaient aucun signe de nage pendant la période d'incubation (12–48 heures)87. Calculer le pourcentage de mortalité larvaire à l'aide de l'équation (1)88.
La famille des Odontotermitidae comprend le termite indien Odontotermes obesus, présent dans les troncs en décomposition du campus agricole (Université Annamalai, Inde). Ce biosurfactant (0–50 mg/ml) a été testé selon les procédures habituelles afin de déterminer sa nocivité. Après séchage sous flux laminaire pendant 30 min, chaque bande de papier Whatman a été imprégnée de biosurfactant à une concentration de 30, 40 ou 50 mg/ml. Les bandes de papier imprégnées et non imprégnées ont été testées et comparées au centre d'une boîte de Petri. Chaque boîte de Petri contenait une trentaine de termites actifs O. obesus. Les termites témoins et les termites testés ont reçu du papier humide comme source de nourriture. Toutes les boîtes ont été conservées à température ambiante pendant toute la durée de l'incubation. Les termites sont morts après 12, 24, 36 et 48 heures89,90. L'équation 1 a ensuite été utilisée pour estimer le pourcentage de mortalité des termites aux différentes concentrations de biosurfactant.(2)
Les échantillons ont été conservés sur glace et conditionnés dans des microtubes contenant 100 ml de tampon phosphate de sodium 0,1 M (pH 7,4), puis envoyés au Laboratoire central de pathologie aquacole (CAPL) du Centre Rajiv Gandhi pour l'aquaculture (RGCA), Laboratoire d'histologie, Sirkali, district de Mayiladuthurai, Tamil Nadu, Inde, pour des analyses complémentaires. Les échantillons ont été immédiatement fixés dans du paraformaldéhyde à 4 % à 37 °C pendant 48 heures.
Après la fixation, le matériau a été lavé trois fois avec un tampon phosphate de sodium 0,1 M (pH 7,4), déshydraté par étapes dans l'éthanol et imprégné de résine LEICA pendant 7 jours. La substance a ensuite été placée dans un moule en plastique rempli de résine et de polymérisateur, puis mise dans une étuve chauffée à 37 °C jusqu'à polymérisation complète du bloc contenant la substance.
Après polymérisation, les blocs ont été coupés à l'aide d'un microtome LEICA RM2235 (Rankin Biomedical Corporation, 10399 Enterprise Dr., Davisburg, MI 48350, États-Unis) jusqu'à une épaisseur de 3 mm. Les coupes ont été déposées sur lames, à raison de six coupes par lame. Après séchage à température ambiante, les lames ont été colorées à l'hématoxyline pendant 7 minutes et rincées à l'eau courante pendant 4 minutes. Enfin, une solution d'éosine a été appliquée sur la peau pendant 5 minutes, suivie d'un rinçage à l'eau courante pendant 5 minutes.
La toxicité aiguë a été prédite à l'aide d'organismes aquatiques provenant de différents niveaux tropicaux : CL50 à 96 heures pour les poissons, CL50 à 48 heures pour Daphnia magna et CE50 à 96 heures pour les algues vertes. La toxicité des biosurfactants rhamnolipidiques pour les poissons et les algues vertes a été évaluée à l'aide du logiciel ECOSAR version 2.2 pour Windows, développé par l'Agence américaine de protection de l'environnement (EPA). (Disponible en ligne à l'adresse : https://www.epa.gov/tsca-screening-tools/ecological-struct-activity-relationships-ecosar-predictive-model).
Tous les tests d'activité larvicide et antitermite ont été réalisés en trois exemplaires. Une régression non linéaire (logarithme des variables dose-réponse) des données de mortalité larvaire et termite a été effectuée pour calculer la concentration létale médiane (CL50) avec un intervalle de confiance à 95 %, et les courbes dose-réponse ont été générées à l'aide de Prism® (version 8.0, GraphPad Software Inc., États-Unis) 84, 91.
La présente étude révèle le potentiel des biosurfactants microbiens produits par Enterobacter cloacae SJ2 comme agents larvicides contre les moustiques et les termites. Ces travaux contribueront à une meilleure compréhension des mécanismes d'action larvicides et antitermites. Les études histologiques des larves traitées avec les biosurfactants ont montré des lésions du tube digestif, de l'intestin moyen et du cortex cérébral, ainsi qu'une hyperplasie des cellules épithéliales intestinales. Résultats : L'évaluation toxicologique de l'activité antitermite et larvicide du biosurfactant rhamnolipidique produit par Enterobacter cloacae SJ2 a révélé que cette souche est un biopesticide potentiel pour la lutte contre les maladies vectorielles transmises par les moustiques (Cx quinquefasciatus) et les termites (O. obesus). Il est nécessaire de comprendre la toxicité environnementale sous-jacente des biosurfactants et leurs impacts environnementaux potentiels. Cette étude fournit une base scientifique pour l'évaluation du risque environnemental des biosurfactants.
Date de publication : 9 avril 2024