L'ajout de fongicides réduit le gain énergétique net et la diversité du microbiome chez les abeilles maçonnes solitaires.

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Les fongicides sont fréquemment utilisés lors de la floraison des arbres fruitiers et peuvent menacer les insectes pollinisateurs. Cependant, on ignore comment les pollinisateurs autres que les abeilles (par exemple, les abeilles solitaires, Osmia cornifrons) réagissent aux fongicides de contact et systémiques couramment utilisés sur les pommiers pendant la floraison. Ce manque de connaissances limite les décisions réglementaires concernant les concentrations sûres et le calendrier d'application des fongicides. Nous avons évalué les effets de deux fongicides de contact (captane et mancozèbe) et de quatre fongicides interstratifiés/phytosystémiques (ciprocycline, myclobutanil, pyrostrobine et trifloxystrobine). Ces effets ont porté sur la prise de poids larvaire, la survie, le sex-ratio et la diversité bactérienne. L'évaluation a été réalisée à l'aide d'un bioessai oral chronique dans lequel le pollen a été traité à trois doses : la dose actuellement recommandée pour une utilisation sur le terrain (1X), une demi-dose (0,5X) et une faible dose (0,1X). Toutes les doses de mancozèbe et de pyritisoline ont significativement réduit le poids corporel et la survie larvaire. Nous avons ensuite séquencé le gène 16S afin de caractériser le bactériome larvaire des larves exposées au mancozèbe, le fongicide responsable de la mortalité la plus élevée. Nous avons constaté une réduction significative de la diversité et de l'abondance bactériennes chez les larves nourries avec du pollen traité au mancozèbe. Nos résultats de laboratoire indiquent que la pulvérisation de certains de ces fongicides pendant la floraison est particulièrement néfaste pour la santé d'Oryza cornifrons. Ces informations sont importantes pour les futures décisions de gestion concernant l'utilisation durable des produits phytosanitaires et servent de base aux processus réglementaires visant à protéger les pollinisateurs.
L’abeille maçonne solitaire Osmia cornifrons (Hymenoptera : Megachilidae) a été introduite aux États-Unis depuis le Japon à la fin des années 1970 et au début des années 1980, et joue depuis lors un rôle pollinisateur essentiel dans les écosystèmes gérés. Les populations naturalisées de cette abeille font partie des quelque 50 espèces d’abeilles sauvages qui complètent celles qui pollinisent les vergers d’amandiers et de pommiers aux États-Unis^2,3. Les abeilles maçonnes sont confrontées à de nombreux défis, notamment la fragmentation de leur habitat, les pathogènes et les pesticides^3,4. Parmi les insecticides, les fongicides réduisent leur gain énergétique, leur activité de butinage⁵ et leur condition physique^6,7. Bien que des recherches récentes suggèrent que la santé des abeilles maçonnes soit directement influencée par les micro-organismes commensaux et ectobactes^8,9, car les bactéries et les champignons peuvent influencer la nutrition et les réponses immunitaires, les effets de l’exposition aux fongicides sur la diversité microbienne des abeilles maçonnes commencent seulement à être étudiés.
Des fongicides à action variée (de contact et systémique) sont pulvérisés dans les vergers avant et pendant la floraison pour traiter des maladies telles que la tavelure du pommier, la pourriture amère, la pourriture brune et l'oïdium^10,11. Considérés comme inoffensifs pour les pollinisateurs, leur utilisation est recommandée aux jardiniers pendant la floraison. L'exposition et l'ingestion de ces fongicides par les abeilles sont relativement bien documentées, car elles font partie intégrante du processus d'homologation des pesticides par l'Agence américaine de protection de l'environnement (EPA) et de nombreuses autres agences de réglementation nationales^12,13,14. Cependant, les effets des fongicides sur les autres organismes sont moins bien connus, car ils ne sont pas exigés par les accords d'autorisation de mise sur le marché aux États-Unis¹⁵. De plus, il n'existe généralement pas de protocoles standardisés pour tester les abeilles individuellement^16,17, et l'entretien de colonies fournissant des abeilles pour les tests représente un défi¹⁸. Des essais sur différentes espèces d'abeilles domestiques sont de plus en plus menés en Europe et aux États-Unis afin d'étudier les effets des pesticides sur les abeilles sauvages, et des protocoles standardisés ont récemment été mis au point pour Oryza cornifrons¹⁹.
Les abeilles cornues sont des monocytes et sont utilisées commercialement dans les élevages de carpes comme complément ou remplacement des abeilles domestiques. Ces abeilles émergent entre mars et avril, les mâles précoces émergeant trois à quatre jours avant les femelles. Après l'accouplement, la femelle collecte activement pollen et nectar pour constituer une série de cellules à couvain dans la cavité tubulaire du nid (naturel ou artificiel)^1,20. Les œufs sont pondus sur le pollen à l'intérieur des cellules ; la femelle construit ensuite une paroi d'argile avant de préparer la cellule suivante. Les larves du premier stade sont enfermées dans le chorion et se nourrissent de fluides embryonnaires. Du deuxième au cinquième stade (prénymphe), les larves se nourrissent de pollen²². Une fois les réserves de pollen épuisées, les larves forment des cocons, se nymphosent et émergent à l'état adulte dans la même chambre à couvain, généralement à la fin de l'été^20,23. Les adultes émergent au printemps suivant. La survie des adultes est liée au gain énergétique net (gain de poids) basé sur l'apport alimentaire. Ainsi, la qualité nutritionnelle du pollen, ainsi que d’autres facteurs tels que les conditions météorologiques ou l’exposition aux pesticides, sont des déterminants de la survie et de la santé24.
Les insecticides et fongicides appliqués avant la floraison peuvent se diffuser à des degrés divers dans le système vasculaire de la plante, allant d'une action translaminaire (par exemple, la capacité de passer de la face supérieure à la face inférieure des feuilles, comme certains fongicides)²⁵ à des effets véritablement systémiques. Certains pesticides, capables de pénétrer le collet à partir des racines, peuvent atteindre le nectar des fleurs de pommier²⁶, où ils peuvent tuer les adultes d'O. cornifrons²⁷. Certains pesticides se retrouvent également dans le pollen, affectant le développement des larves de maïs et entraînant leur mort¹⁹. D'autres études ont montré que certains fongicides peuvent modifier significativement le comportement de nidification de l'espèce apparentée O. lignaria²⁸. De plus, des études en laboratoire et sur le terrain, simulant des scénarios d'exposition aux pesticides (y compris les fongicides), ont montré que ces derniers affectent négativement la physiologie²², la morphologie²⁹ et la survie des abeilles domestiques et de certaines abeilles solitaires. Diverses pulvérisations fongicides appliquées directement sur les fleurs ouvertes pendant la floraison peuvent contaminer le pollen collecté par les adultes pour le développement larvaire ; les effets de cette contamination restent à étudier³⁰.
Il est de plus en plus admis que le développement larvaire est influencé par le pollen et les communautés microbiennes du système digestif. Le microbiome de l'abeille domestique influe sur des paramètres tels que la masse corporelle³¹, les modifications métaboliques²² et la sensibilité aux pathogènes³². Des études antérieures ont examiné l'influence du stade de développement, des nutriments et de l'environnement sur le microbiome des abeilles solitaires. Ces études ont révélé des similitudes dans la structure et l'abondance des microbiomes larvaires et polliniques³³, ainsi que dans la présence des genres bactériens les plus courants, Pseudomonas et Delftia, chez différentes espèces d'abeilles solitaires. Cependant, bien que les fongicides soient associés à des stratégies de protection de la santé des abeilles, leurs effets sur le microbiote larvaire par exposition orale directe restent à explorer.
Cette étude a testé les effets de doses réelles de six fongicides couramment utilisés et homologués pour une utilisation sur les arbres fruitiers aux États-Unis. Ces fongicides, administrés par voie orale à des larves de sphinx du maïs issues d'aliments contaminés, comprenaient des fongicides de contact et systémiques. Nos résultats montrent que les fongicides de contact et systémiques réduisent la prise de poids des abeilles et augmentent leur mortalité, les effets les plus marqués étant associés au mancozèbe et au pyrithiopide. Nous avons ensuite comparé la diversité microbienne des larves nourries avec un régime pollinique traité au mancozèbe à celle des larves nourries avec un régime témoin. Nous discutons des mécanismes potentiels à l'origine de cette mortalité et de leurs implications pour les programmes de lutte intégrée contre les ravageurs et les pollinisateurs (LIPMP)³⁶.
Des abeilles adultes d’Oryza cornifrons hivernant dans leurs cocons ont été obtenues auprès du Fruit Research Center de Biglerville, en Pennsylvanie, et conservées entre −3 et 2 °C (±0,3 °C). Avant l’expérience (600 cocons au total), en mai 2022, 100 cocons d’O. cornifrons ont été transférés quotidiennement dans des gobelets en plastique (50 cocons par gobelet, diamètre intérieur 5 cm × longueur 15 cm). Des lingettes ont été placées à l’intérieur des gobelets pour favoriser l’ouverture des cocons et fournir un support à mâcher, réduisant ainsi le stress chez les abeilles. Deux gobelets contenant les cocons ont été placés dans une cage à insectes (30 × 30 × 30 cm, BugDorm MegaView Science Co. Ltd., Taïwan) avec des mangeoires de 10 ml contenant une solution de saccharose à 50 %. La cage a été laissée en place pendant quatre jours afin d’assurer la fermeture des cocons et l’accouplement. Les conditions expérimentales étaient les suivantes : 23 °C, humidité relative 60 %, photopériode de 10 l (faible intensité) pendant 14 jours. 100 femelles et mâles accouplés ont été relâchés chaque matin pendant six jours (100 par jour) dans deux nids artificiels au moment de la floraison maximale des pommiers (nid-piège : largeur 33,66 × hauteur 30,48 × longueur 46,99 cm ; Figure supplémentaire 1). Installées à l'Arboretum d'État de Pennsylvanie, près de cerisiers (Prunus cerasus 'Eubank' Sweet Cherry Pie™), de pêchers (Prunus persica 'Contender', Prunus persica 'PF 27A' Flamin Fury®), de poiriers (Pyrus perifolia 'Olympic', Pyrus perifolia 'Shinko', Pyrus perifolia 'Shinseiki'), de pommiers (Malus coronaria) et de nombreuses variétés de pommiers (Malus coronaria, Malus), de pommiers domestiques (Malus 'Co-op 30' Enterprise™, Malus 'Co-Op 31' Winecrisp™), de bégonias (Malus 'Freedom', Begonia 'Golden Delicious', Begonia 'Nova Spy'), chaque nichoir en plastique bleu se pose sur deux caisses en bois. Chaque boîte à nid contenait 800 tubes en papier kraft vides (ouverts en spirale, 0,8 cm ID × 15 cm L) (Jonesville Paper Tube Co., Michigan) insérés dans des tubes en cellophane opaques (0,7 OD voir les bouchons en plastique (bouchons T-1X) fournissent des sites de nidification.
Les deux nichoirs étaient orientés à l'est et recouverts d'une clôture de jardin en plastique vert (Everbilt, modèle n° 889250EB12, mailles de 5 × 5 cm, 0,95 m × 100 m) afin d'empêcher l'accès aux rongeurs et aux oiseaux. Ils étaient placés directement sur le sol, à proximité des bacs à nichoirs. (Nichoir : Figure supplémentaire 1a). Les œufs de pyrale du maïs étaient collectés quotidiennement en prélevant 30 tubes dans les nids et en les transportant au laboratoire. À l'aide de ciseaux, l'extrémité du tube était coupée, puis le tube spiralé était défait pour exposer les cellules de couvain. Les œufs et leur pollen étaient retirés individuellement à l'aide d'une spatule courbe (kit d'outils Microslide, BioQuip Products Inc., Californie). Les œufs étaient incubés sur du papier filtre humide et placés dans une boîte de Petri pendant 2 heures avant d'être utilisés dans nos expériences (Figures supplémentaires 1b à 1d).
En laboratoire, nous avons évalué la toxicité orale de six fongicides appliqués avant et pendant la floraison du pommier à trois concentrations (0,1X, 0,5X et 1X, où 1X correspond à la dose appliquée pour 100 gallons d'eau par acre. La dose maximale au champ correspond à la concentration utilisée sur le terrain ; voir tableau 1). Chaque concentration a été testée 16 fois (n = 16). Nous avons également évalué la toxicité de deux fongicides de contact (tableau S1 : mancozèbe 2 696,14 ppm et captane 2 875,88 ppm) et de quatre fongicides systémiques (tableau S1 : pyrithiostrobine 250,14 ppm ; trifloxystrobine 110,06 ppm ; myclobutanilazole 75,12 ppm ; cyprodinil 280,845 ppm) sur les fruits, les légumes et les cultures ornementales. Nous avons homogénéisé le pollen à l'aide d'un broyeur, transféré 0,20 g dans un puits (plaque Falcon 24 puits) et ajouté 1 μL de solution fongicide pour former des pyramides de pollen dans des puits de 1 mm de profondeur où les œufs ont été déposés à l'aide d'une mini-spatule (Figure supplémentaire 1c,d). Les plaques Falcon ont été conservées à température ambiante (25 °C) et à 70 % d'humidité relative. Nous les avons comparées à des larves témoins nourries avec un régime de pollen homogène traité à l'eau pure. Nous avons enregistré la mortalité et mesuré le poids des larves tous les deux jours jusqu'au stade pré-nymphal à l'aide d'une balance analytique (Fisher Scientific, précision = 0,0001 g). Enfin, le sex-ratio a été déterminé en ouvrant le cocon après 2,5 mois.
L’ADN a été extrait de larves entières d’O. cornifrons (n ​​= 3 par condition de traitement, pollen traité au mancozèbe et pollen non traité) et des analyses de diversité microbienne ont été réalisées sur ces échantillons, notamment parce que la mortalité la plus élevée a été observée chez les larves traitées au mancozèbe et ayant reçu du MnZn. L’ADN a été amplifié, purifié à l’aide du kit DNAZymoBIOMICS®-96 MagBead DNA (Zymo Research, Irvine, CA) et séquencé (600 cycles) sur un séquenceur Illumina® MiSeq™ avec le kit v3. Le séquençage ciblé des gènes d’ARN ribosomique 16S bactériens a été réalisé avec le kit Quick-16S™ NGS Library Prep (Zymo Research, Irvine, CA) et des amorces ciblant la région V3-V4 du gène d’ARNr 16S. De plus, le séquençage 18S a été réalisé en utilisant 10 % d'inclusion PhiX, et l'amplification a été réalisée en utilisant la paire d'amorces 18S001 et NS4.
Importation et traitement des lectures appariées³⁹ à l'aide du pipeline QIIME2 (v2022.11.1). Ces lectures ont été élaguées et fusionnées, et les séquences chimériques ont été supprimées grâce au plugin DADA2 de QIIME2 (qiime dada2 noise pairing)⁴⁰. L'attribution des classes 16S et 18S a été réalisée à l'aide du plugin de classification d'objets Classify-sklearn et de l'artefact pré-entraîné silva-138-99-nb-classifier.
Toutes les données expérimentales ont été vérifiées quant à leur normalité (test de Shapiro-Wilk) et l'homogénéité de leurs variances (test de Levene). Les données ne répondant pas aux conditions d'application de l'analyse paramétrique et la transformation n'ayant pas permis de standardiser les résidus, nous avons réalisé une ANOVA non paramétrique à deux facteurs (test de Kruskal-Wallis) avec deux facteurs [temps (trois points de mesure à 2, 5 et 8 jours) et fongicide] afin d'évaluer l'effet du traitement sur le poids frais des larves. Des comparaisons post hoc non paramétriques par paires ont ensuite été effectuées à l'aide du test de Wilcoxon. Nous avons utilisé un modèle linéaire généralisé (GLM) avec une distribution de Poisson pour comparer les effets des fongicides sur la survie à trois concentrations différentes^41,42. Pour l'analyse d'abondance différentielle, le nombre de variants de séquence d'amplicons (ASV) a été regroupé au niveau du genre. Les comparaisons d'abondance différentielle entre les groupes, basées sur l'abondance relative des ARNr 16S (niveau du genre) et 18S, ont été réalisées à l'aide d'un modèle additif généralisé pour la position, l'échelle et la forme (GAMLSS) avec distributions familiales BEZI (beta zero-inflated), modélisées par une macro dans Microbiome R43 (v1.1). 1) Les espèces mitochondriales et chloroplastiques ont été exclues avant l'analyse différentielle. En raison des différents niveaux taxonomiques de l'ARNr 18S, seul le niveau le plus bas de chaque taxon a été utilisé pour les analyses différentielles. Toutes les analyses statistiques ont été effectuées avec R (v. 3.4.3, projet CRAN) (Team 2013).
L’exposition au mancozèbe, au pyrithiostrobine et au trifloxystrobine a significativement réduit la prise de poids chez O. cornifrons (Fig. 1). Ces effets ont été observés de manière constante pour les trois doses testées (Fig. 1a–c). Le cyclostrobine et le myclobutanil n’ont pas significativement réduit le poids des larves.
Poids frais moyen des larves de foreurs de tiges mesuré à trois moments différents sous quatre traitements alimentaires (pollen homogène + fongicide : témoin, doses 0,1X, 0,5X et 1X). (a) Faible dose (0,1X) : premier point de mesure (jour 1) : χ² : 30,99, ddl = 6 ; p < 0,0001, deuxième point de mesure (jour 5) : 22,83, ddl = 0,0009 ; troisième point de mesure (jour 8) : χ² : 28,39, ddl = 6 ; (b) Demi-dose (0,5X) : premier point de mesure (jour 1) : χ² : 35,67, ddl = 6 ; p < 0,0001, deuxième point de mesure (jour 1) : χ² : 15,98, ddl = 6 ; p = 0,0090. Troisième point de mesure (jour 8) : χ² : 16,47, ddl = 6 ; (c) Site ou dose complète (1X) : premier point de mesure (jour 1) : χ² : 20,64, p = 6 ; p = 0,0326 ; deuxième point de mesure (jour 5) : χ² : 22,83, ddl = 6 ; p = 0,0009 ; troisième point de mesure (jour 8) : χ² : 28,39, ddl = 6 ; analyse de variance non paramétrique. Les barres représentent la moyenne ± l’erreur standard des comparaisons par paires (α = 0,05) (n = 16) *p ≤ 0,05, **p ≤ 0,001, ***p ≤ 0,0001.
À la plus faible dose (0,1X), le poids corporel des larves a été réduit de 60 % avec le trifloxystrobine, de 49 % avec le mancozèbe, de 48 % avec le myclobutanil et de 46 % avec la pyrithiostrobine (Fig. 1a). Exposées à la moitié de la dose utilisée sur le terrain (0,5X), les larves traitées au mancozèbe ont vu leur poids corporel réduit de 86 %, celles traitées à la pyrithiostrobine de 52 % et celles traitées au trifloxystrobine de 50 % (Fig. 1b). Une dose complète (1X) de mancozèbe a réduit le poids corporel des larves de 82 %, celles traitées à la pyrithiostrobine de 70 % et celles traitées au trifloxystrobine, au myclobutanil et au sangard d'environ 30 % (Fig. 1c).
La mortalité était la plus élevée chez les larves nourries avec du pollen traité au mancozèbe, suivie par celles nourries avec du pyrithiostrobine et du trifloxystrobine. La mortalité augmentait avec les doses croissantes de mancozèbe et de pyritisoline (Fig. 2 ; Tableau 2). Cependant, la mortalité de la pyrale du maïs n'augmentait que légèrement avec l'augmentation des concentrations de trifloxystrobine ; le cyprodinil et le captane n'entraînaient pas d'augmentation significative de la mortalité par rapport aux traitements témoins.
La mortalité des larves de mouches foreuses a été comparée après ingestion de pollen traité individuellement avec six fongicides différents. Le mancozèbe et le pentopyramide se sont révélés plus sensibles à l'exposition orale des mouches du maïs (GLM : χ² = 29,45, ddl = 20, p = 0,0059) (pente de la droite = 0,29, p < 0,001 ; pente = 0,24, p < 0,00).
En moyenne, tous traitements confondus, 39,05 % des patients étaient des femmes et 60,95 % des hommes. Parmi les traitements témoins, la proportion de femmes était de 40 % dans les études à faible dose (0,1X) et à demi-dose (0,5X), et de 30 % dans les études à dose standard (1X). À la dose de 0,1X, parmi les larves nourries au pollen et traitées au mancozèbe et au myclobutanil, 33,33 % des adultes étaient des femelles, 22 % des adultes étaient des femelles, 44 % des larves adultes étaient des femelles, 41 % des larves adultes étaient des femelles, et 31 % étaient des témoins (Fig. 3a). À une dose de 0,5 fois la dose initiale, 33 % des vers adultes des groupes mancozèbe et pyrithiostrobine étaient des femelles, 36 % du groupe trifloxystrobine, 41 % du groupe myclobutanil et 46 % du groupe cyprostrobine. Ce pourcentage était de 53 % dans le groupe captane et de 38 % dans le groupe témoin (Fig. 3b). À une dose initiale, 30 % des vers du groupe mancozèbe étaient des femelles, 36 % du groupe pyrithiostrobine, 44 % du groupe trifloxystrobine, 38 % du groupe myclobutanil et 50 % du groupe témoin (Fig. 3c).
Pourcentage de foreurs femelles et mâles après exposition au fongicide au stade larvaire. (a) Faible dose (0,1X). (b) Demi-dose (0,5X). (c) Dose de champ ou dose complète (1X).
L'analyse de la séquence 16S a montré que le groupe bactérien différait entre les larves nourries avec du pollen traité au mancozèbe et celles nourries avec du pollen non traité (Fig. 4a). L'indice microbien des larves non traitées nourries avec du pollen était supérieur à celui des larves nourries avec du pollen traité au mancozèbe (Fig. 4b). Bien que la différence de richesse observée entre les groupes ne soit pas statistiquement significative, elle était significativement inférieure à celle observée pour les larves nourries avec du pollen non traité (Fig. 4c). L'abondance relative a montré que le microbiote des larves nourries avec du pollen témoin était plus diversifié que celui des larves nourries avec du pollen traité au mancozèbe (Fig. 5a). L'analyse descriptive a révélé la présence de 28 genres dans les échantillons témoins et traités au mancozèbe (Fig. 5b). L'analyse par séquençage 18S n'a révélé aucune différence significative (Figure supplémentaire 2).
Les profils de richesse spécifique (SAV) basés sur les séquences 16S ont été comparés à la richesse de Shannon et à la richesse observée au niveau du phylum. (a) Analyse en coordonnées principales (PCoA) basée sur la structure globale de la communauté microbienne chez les larves nourries au pollen non traité (témoins, bleu) et chez les larves nourries au mancozèbe (orange). Chaque point représente un échantillon distinct. La PCoA a été calculée à l'aide de la distance de Bray-Curtis de la distribution t multivariée. Les ovales représentent l'intervalle de confiance à 80 %. (b) Diagramme en boîte : données brutes de richesse de Shannon (points) et (c) richesse observable. Les diagrammes en boîte représentent la médiane, l'écart interquartile (EIQ) et 1,5 × EIQ (n = 3).
Composition des communautés microbiennes des larves nourries avec du pollen traité ou non au mancozèbe. (a) Abondance relative des genres microbiens chez les larves. (b) Carte thermique des communautés microbiennes identifiées. Delftia (odds ratio [OR] = 0,67, p = 0,0030), Pseudomonas (OR = 0,3, p = 0,0074) et Microbacterium (OR = 0,75, p = 0,0617) sont significativement plus abondants. Les lignes de la carte thermique sont regroupées par distance de corrélation et connectivité moyenne.
Nos résultats montrent que l'exposition orale à des fongicides de contact (mancozèbe) et systémiques (pyrostrobine et trifloxystrobine), largement utilisés pendant la floraison, a significativement réduit la prise de poids et augmenté la mortalité des larves de maïs. De plus, le mancozèbe a significativement réduit la diversité et la richesse du microbiome au stade pré-nymphal. Le myclobutanil, un autre fongicide systémique, a significativement réduit la prise de poids des larves aux trois doses testées. Cet effet était manifeste aux deuxième (jour 5) et troisième (jour 8) points de mesure. En revanche, le cyprodinil et le captane n'ont pas significativement réduit la prise de poids ni la survie par rapport au groupe témoin. À notre connaissance, cette étude est la première à déterminer les effets des doses d'application au champ de différents fongicides utilisés pour protéger les cultures de maïs par exposition directe au pollen.
Tous les traitements fongicides ont significativement réduit la prise de poids par rapport aux traitements témoins. Le mancozèbe a eu l'effet le plus marqué sur la prise de poids des larves, avec une réduction moyenne de 51 %, suivi du pyrithiostrobine. Cependant, d'autres études n'ont pas rapporté d'effets indésirables des doses de fongicides appliquées sur le terrain sur les stades larvaires⁴⁴. Bien que les biocides dithiocarbamates présentent une faible toxicité aiguë⁴⁵, les bisdithiocarbamates d'éthylène (EBDCS), tels que le mancozèbe, peuvent se dégrader en sulfure d'éthylène urée. Compte tenu de ses effets mutagènes chez d'autres animaux, ce produit de dégradation pourrait être responsable des effets observés^46,47. Des études antérieures ont montré que la formation d'éthylène thiourée est influencée par des facteurs tels que la température élevée⁴⁸, le taux d'humidité⁴⁹ et la durée de stockage du produit⁵⁰. Des conditions de stockage appropriées pour les biocides peuvent atténuer ces effets secondaires. De plus, l'Autorité européenne de sécurité des aliments (EFSA) s'inquiète de la toxicité du pyrithiopide, qui s'est révélé cancérogène pour le système digestif d'autres animaux⁵¹.
L'administration orale de mancozèbe, de pyrithiostrobine et de trifloxystrobine augmente la mortalité des larves de pyrale du maïs. En revanche, le myclobutanil, la ciprocycline et le captane n'ont aucun effet sur la mortalité. Ces résultats diffèrent de ceux de Ladurner et al.⁵², qui ont montré que le captane réduisait significativement la survie des adultes d'Oryza lignaria et d'Apis mellifera L. (Hyménoptères, Apisidae). De plus, il a été constaté que des fongicides tels que le captane et le boscalid provoquent la mortalité larvaire^52,53,54 ou modifient le comportement alimentaire⁵⁵. Ces modifications peuvent, à leur tour, affecter la qualité nutritionnelle du pollen et, en fin de compte, le gain énergétique du stade larvaire. La mortalité observée dans le groupe témoin était conforme à d'autres études^56,57.
Le sex-ratio en faveur des mâles observé dans notre étude pourrait s'expliquer par des facteurs tels qu'un accouplement insuffisant et des conditions météorologiques défavorables pendant la floraison, comme l'ont suggéré Vicens et Bosch pour *O. cornuta*. Bien que les femelles et les mâles aient disposé de quatre jours pour s'accoupler (une période généralement considérée comme suffisante pour un accouplement réussi), nous avons délibérément réduit l'intensité lumineuse afin de minimiser le stress. Cependant, cette modification pourrait involontairement perturber le processus d'accouplement⁶¹. De plus, les abeilles subissent plusieurs jours de conditions météorologiques défavorables, notamment de la pluie et des températures basses (< 5 °C), ce qui peut également nuire au succès de l'accouplement^4,23.
Bien que notre étude se soit concentrée sur l'ensemble du microbiome larvaire, nos résultats apportent un éclairage sur les relations potentielles entre les communautés bactériennes, relations qui pourraient être cruciales pour la nutrition des abeilles et leur exposition aux fongicides. Par exemple, les larves nourries avec du pollen traité au mancozèbe présentaient une structure et une abondance de la communauté microbienne significativement réduites par rapport aux larves nourries avec du pollen non traité. Chez ces dernières, les groupes bactériens Proteobacteria et Actinobacteria étaient dominants et majoritairement aérobies ou aérobies facultatifs. Les bactéries de Delft, généralement associées aux abeilles solitaires, sont connues pour leur activité antibiotique, suggérant un rôle protecteur potentiel contre les pathogènes. Une autre espèce bactérienne, Pseudomonas, était abondante chez les larves nourries avec du pollen non traité, mais son abondance était significativement réduite chez les larves traitées au mancozèbe. Nos résultats corroborent des études antérieures identifiant Pseudomonas comme l'un des genres les plus abondants chez O. bicornis³⁵ et d'autres guêpes solitaires³⁴. Bien que le rôle de Pseudomonas dans la santé d'O. cornifrons n'ait pas été étudié expérimentalement, il a été démontré que cette bactérie favorise la synthèse de toxines protectrices chez le coléoptère Paederus fuscipes et stimule le métabolisme de l'arginine in vitro^{35, 65}. Ces observations suggèrent un rôle potentiel dans la défense antivirale et bactérienne durant le développement larvaire d'O. cornifrons. Microbacterium est un autre genre identifié dans notre étude, présent en grand nombre chez les larves de mouche soldat noire en conditions de jeûne⁶⁶. Chez les larves d'O. cornifrons, les microbactéries pourraient contribuer à l'équilibre et à la résilience du microbiote intestinal en situation de stress. De plus, Rhodococcus est présent chez les larves d'O. cornifrons et est reconnu pour ses capacités de détoxification⁶⁷. Ce genre est également présent dans l'intestin d'A. florea, mais en très faible abondance⁶⁸. Nos résultats démontrent la présence de multiples variations génétiques chez de nombreux taxons microbiens, susceptibles de modifier les processus métaboliques chez les larves. Toutefois, une meilleure compréhension de la diversité fonctionnelle d'O. cornifrons est nécessaire.
En résumé, les résultats indiquent que le mancozèbe, le pyrithiostrobine et le trifloxystrobine réduisent la prise de poids et augmentent la mortalité des larves de la pyrale du maïs. Bien que les effets des fongicides sur les pollinisateurs suscitent une inquiétude croissante, il est nécessaire de mieux comprendre les effets des métabolites résiduels de ces composés. Ces résultats peuvent être intégrés aux recommandations relatives aux programmes de gestion intégrée des pollinisateurs, afin d'aider les agriculteurs à éviter l'utilisation de certains fongicides avant et pendant la floraison des arbres fruitiers, en sélectionnant les fongicides et en modulant le calendrier d'application, ou en encourageant l'utilisation d'alternatives moins nocives³⁶. Ces informations sont importantes pour l'élaboration de recommandations sur l'utilisation des pesticides, notamment en ajustant les programmes de pulvérisation existants et en modifiant le calendrier de pulvérisation lors du choix des fongicides, ou en promouvant l'utilisation d'alternatives moins dangereuses. Des recherches supplémentaires sont nécessaires sur les effets néfastes des fongicides sur le sex-ratio, le comportement alimentaire, le microbiote intestinal et les mécanismes moléculaires sous-jacents à la perte de poids et à la mortalité de la pyrale du maïs.
Les données sources 1, 2 et 3 des figures 1 et 2 ont été déposées dans le dépôt de données figshare (DOI : https://doi.org/10.6084/m9.figshare.24996245 et https://doi.org/10.6084/m9.figshare.24996233). Les séquences analysées dans la présente étude (figures 4 et 5) sont disponibles dans le dépôt NCBI SRA sous le numéro d’accès PRJNA1023565.
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